Microscopie à fluorescence et imagerie cellulaire

Lieu : CRF219

Détails du système

• Microscope inversé Olympus IX83 personnalisé avec platine de balayage piézo Asylum 3D XYZ
• LED multispectrale Excelitas Turbo (champ large) et lampe halogène (champ clair)  
• Objectif à immersion dans l'huile 10X/0.3NA, 20X/0.7NA et 100X/1.4NA
• Caméra CCD monochrome Olympus XM10 
• Tête Asylum MFP Origin AFM avec plage de déplacement étendue pour les préparations biologiques
• Logiciel Asylum Research pour les contrôles AFM
• Logiciel Olympus cellSens pour les contrôles de microscopie optique
• BioHeater pour le travail avec des cellules/tissus vivants
• Sondes de formation fournies jusqu'à épuisement des stocks !
• Plats compatibles AFM : WillCo couvre les chambres inférieures (Ted Pella cat # 14025-20) et les plats de culture en polystyrène BD Falcon (#351006)
• Les surfaces atomiquement planes (mica ou HOPG) pour la numérisation haute résolution peuvent être trouvées sur Ted Pella.com - veuillez demander de l'aide

Applications possibles

• Mode contact alternatif (CA), alias Tapping Mode, pour l'imagerie à l'échelle nanométrique dans les préparations sèches ou humides
• Mode de contact pour les mesures de force mécanique (Module élastique, Adhésion, Indentation et Force Mapping) dans les préparations sèches ou humides 

Lieu : CRF216

Détails du microscope

• Microscope inversé Leica DMi8 avec platine motorisée XY
• Lampe à fluorescence aux halogénures métalliques et lampe à transmission halogène
• Objectifs 10X, 20X Huile, 25X Eau, 63X Eau DIC & 63X Huile DIC Objectifs
• Excitation laser pour les fluorophores de type PA-GFP, DAPI, CFP, YFP, FITC, Rhodamine et Cy5
• Laser à lumière blanche réglable et pulsée : 470 - 670 nm
• Deux lasers supplémentaires : diode laser 405 nm et un multi-argon (lignes 458, 477, 488, 514 nm)
• Six détecteurs : 2 détecteurs spectraux hybrides* (HyD) ; 2 Spectral SMD** HyD, 1 PMT Spectral standard et 1 PMT transmis (externe)
• Platine galvo Z
• Scanner à résonance
• Module de microscopie à vie par fluorescence Pico Harp 300 (FLIM)
• Logiciel d'acquisition LASX
• Logiciel FLIM SymphoTime64 (PicoQuant)
• Logiciel de déconvolution Huygens
• Incubateur Tokai Hit Stage Top pour l'imagerie de cellules vivantes

* Les HyD sont des détecteurs spécialisés utilisant des photocathodes GAsP et des photodiodes à avalanche

**Détecteurs à molécule unique (SMD)

Applications possibles

• Spécimens fixes montés sur lame standard avec lamelles #1.5
• Échantillons de cellules vivantes (LabTekII #1.5 multipuits ou fond de couvercle de 35 mm (#1.5))
• FLIM FRET (fixe ou à cellules vivantes)
• Blanchiment de l'accepteur FRET (fixe)
• Émission sensibilisée au FRET (cellule vivante)
• FRAP (cellule vivante)
• Acquisition 3D (Z-Stacks) et imagerie Time Lapse
• Démixage multispectral
• Scans de tuiles multidimensionnelles de grande surface
• Super résolution via le traitement de restauration d'image (~ 130 nm)

Lieu : CRF226

Détails du microscope

• Microscope inversé Zeiss AxioObserver avec platine motorisée XY
• Lampe fluorescente aux halogénures métalliques et lampe à transmission halogène
• Objectifs à immersion 10x, 20x, 40x à huile, 63x à huile et 63x à immersion dans l'eau
• DIC disponible avec objectifs 10x, 20x, 40x et 63x
• Excitation laser pour les fluorophores de type PA-GFP, DAPI, CFP, YFP, FITC, Rhodamine et Cy5
• Quatre lasers à solide : 405 nm, 488 nm, 561 nm, 640 nm
• Détection de canal et spectrale – Détecteurs GaAsP PMT
• Détection simultanée dans 3 canaux disponibles en mode Canal
• Détecteur à matrice Airyscan pour une augmentation de 1.7 fois la résolution XY
• Détecteur de lumière transmise
• Système d'incubation de cellules vivantes : contrôle de la température, de l'humidité et du CO2
• Logiciel d'acquisition d'images Zen Blue

Applications possibles

• Spécimens fixes montés sur lame standard avec lamelles #1.5
• Échantillons de cellules vivantes (LabTekII #1.5 multipuits ou fond de couvercle de 35 mm (#1.5))
• Blanchiment de l'accepteur FRET (fixe)
• Émission sensibilisée au FRET (cellule vivante)
• FRAP (cellule vivante)
• Acquisition 3D (Z-Stacks) et imagerie Time Lapse
• Démixage multispectral
• Scans de tuiles multidimensionnelles de grande surface
• Super résolution via le traitement de restauration d'image (~ 130 nm)

Lieu : CRF226

Détails du microscope

• Microscope inversé Olympus IX83 personnalisé avec platine XY motorisée ASI avec insert piézo Z.
• LED multispectrale Excelitas Turbo (champ large) et LED blanche Lumencor (champ clair)  
• Objectifs huile 20x/0.8NA, huile TIRF 60x/1.5NA, eau 60x/1.2NA et huile 100x/1.4NA
• Compatible DIC pour les optiques 60x et 100x.
• Contrôleur en temps réel Olympus pour une synchronisation temporelle précise de la caméra et de l'excitation
• Illuminateur MITICO TIRF à 4 lignes laser pour des profondeurs de pénétration indépendantes
• 4 lignes laser individuelles pour TIRF : 405 nm (100 mW) ; 488 nm (100 mW) ; 561 nm (100 mW) et 640 nm (140 mW)
• Imagerie possible par microscopie de reconstruction optique stochastique directe (dSTORM), microscopie de localisation photoactivée (PALM) et optique laminaire hautement inclinée (HILO)
• Caméra sCMOS Hamamatsu Fusion et séparateur d'images Geminini W-View pour l'acquisition simultanée de cellules vivantes en 2 couleurs.
• Mise au point automatique IR ZDC2 non photodestructive pour des capacités de mise au point automatique extrêmement rapide ou continue 
• Réchauffeur d'objectif BiopTechs pour les applications de cellules vivantes à court terme
• Logiciel d'acquisition d'images Olympus cellSens Dimension

Applications possibles

• Spécimens fixes avec lamelles #1.5H
• Échantillons de cellules vivantes (LabTekII #1.5H multipuits ou fond de couvercle de 35 mm (#1.5H))
• Acquisition 3D (Z-Stacks) et imagerie Time Lapse
• Les applications spécifiques incluent la détection de molécules uniques TIRF sur cellules vivantes, HILO, 2D dSTORM ou PALM 
• Post-traitement activé par GPU fourni par Huygens Localizer

Emplacement de la caméra : CRF218

Détails du microscope

• Microscope inversé Olympus IX-71 inversé
• Lampe à fluorescence au mercure et lampe à transmission halogène
• Monochromateur - Plage d'excitation 350nm-670nm
• Lasers : 405 nm, 488 nm, 520 nm et 642 nm
• Objectifs TIRF 20x, 60x H2O, 100x Pétrole, 150x Pétrole
• Filtres de fluorescence pour Quantum Dots, DAPI, FITC et fluorophores de type Rhod, Fura-2, Indo-1
• Logiciel d'acquisition d'images Andor IQ
• Système d'incubation de cellules vivantes avec chauffage d'objectif et dispositifs de pathologie avec CO2, chaleur, humidité
• Scène motorisée XYZ
• Caméra Andor iXon EM-CCD
• Séparateur d'image Opti-split (double)

Applications possibles

• Spécimen fixe monté sur lames
• Imagerie de cellules vivantes avec objectif plus chaud
• Suivi de particule unique
• Fluorescence par réflexion interne totale (TIRF)
• Imagerie ratiométrique (double excitation/simple émission ou simple excitation double émission)
• Cellules vivantes en culture
• Fluorescence à champ large - de nombreux fluorophores possibles avec le monochromateur
• Z-piles et séries chronologiques

Emplacement de la caméra : CRF212

Détails du microscope 

• Microscope à fluorescence inversé Zeiss AxioObserver
• Caméra monochrome Hamamatsu ORCA Flash4.0v2 sCMOS (100fps à pleine résolution 2048x2048)
• Lampe fluorescente aux halogénures métalliques et lampe à transmission halogène
• Objectifs pétroliers 10x, 20x, 63xDIC et 100x pétroliers
• Contraste de phase pour les objectifs 10x et 20x
• Les ensembles de filtres fluorescents incluent : DAPI, FITC, Rhodamine/TRITC/Cy3, Texas Red & Cy5
• DIC disponible avec objectifs 63x
• Réchauffeur d'objectif (63x objectif à eau) o Embout motorisé pour empilement en Z
• Platine XY motorisée pour l'acquisition d'images multi-positions (imagerie time-lapse fixe ou live-cell)
• Logiciel d'acquisition d'images SlideBook6

Applications possibles 

• Spécimen fixe monté sur lames
• Cellules vivantes dans une lamelle/chauffage avec chauffe-objectif
• DIC (non confocal) avec objectifs 63x, fusionnés avec fluorescence ou seuls
• Z-piles, montage et imagerie de séries temporelles

Situé dans CRF224 & CRF226

Logiciels

• Imagerie scientifique de volume de déconvolution de Huygens (1)
• Diaporama (1)
• StéréoEnquêteur (1)
• Neurolucide (1)
• LASX (confocal Leica) (1)
• IQTL (Analyse scanner Typhon) (1)
• Zen (2)  
• LSM510 (2)
• Logiciel d'imagerie spectrale Nuance (2)

Options d'analyse

• Co-localisation
• Déconvolution
• Démixage spectral
• Analyse d'intensité
• Analyse morphologique
• Rendu 3D
• Comptage d'objets
• Suivi des particules
• Préparation à la publication

Situé dans CRF214

Le Typhoon FLA 7000 est un scanner laser rapide et polyvalent pour les applications d'imagerie biomoléculaire, notamment :

• mesures sensibles et quantitatives de marqueurs radio-isotopiques
• Western blots chimifluorescents
• fluorescence unique (excitation visible)
• documentation des taches colorimétriques (par exemple, gels colorés au bleu de Coomassie et à l'argent)

Situé dans CRF214

Li-Cor Odessey Fc est un scanner proche infrarouge (680 nm et 740 nm) pour les applications d'imagerie biomoléculaire, notamment :

• mesures sensibles et quantitatives de Western blots chimiluminescents
• documentation des taches colorimétriques (par exemple, gels colorés au bleu de Coomassie et à l'argent)

Zeiss AxioObserver – Caméra monochrome Hamamatsu ORCA Flash4.0v2 sCMOS : 7 $/heure

Leica TCS-SP8/FLIM: 55 $/heure

Zeiss LSM800: 51 $/heure

Olympus IX71 Single Particle Tracking/Ratio-Metric Microscope (Rm. 218) : 25 $/heure

Microscope Olympus IX83 TIRF/dSTORM (Rm. 226) : 30 $/heure

Formation sur tous les instruments, imagerie avec opérateur et formation sur l'analyse : 150 $/heure

• Confocal (4 heures)
• Champ large avancé (2-3 heures)
• Microscopie à force atomique (4-8 heures)
• Champ large de base (0.5-1 heure)
• Imagerie avec formation d'opérateur et d'analyse (en fonction du projet)